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兒茶酚氧化酶

兒茶酚氧化酶 (英語：Catechol oxidase）是一種銅活性氧化酶。含有3型二價銅輔助因子，催化苯二酚氧化成醌，同時還原劑分子氧還原成水。 它存在於多種植物和真菌中，包括甘薯和茶樹（印度茶葉）[1][2]具有3型銅中心的金屬酶的特點是能夠在環境條件下可逆地結合氧氣。[3] 在植物中，兒茶酚氧化酶在酶促褐變中起着關鍵作用，它在氧氣存在的情況下催化兒茶酚氧化成鄰醌，鄰醌可迅速聚合形成黑色素，使受損水果呈現深褐色。

兒茶酚氧化酶
識別碼
EC編號 1.10.3.1
CAS號 9002-10-2
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生物學功能

 
兒茶酚氧化酶催化的全反應：從兩分子兒茶酚和一分子氧氣生成兩分子鄰醌和兩分子水

多酚氧化酶是二價銅金屬酶的一個家族，包括酪氨酸酶和兒茶酚氧化酶。[4]在植物中，這兩種酶都能催化原二酚底物氧化成相應的原醌。 這兩種相關酶的主要區別在於，酪氨酸酶可以催化羥基化單酚轉化為二酚（單酚酶活性），也可以催化鄰二酚氧化為鄰醌（二酚酶活性），而兒茶酚氧化酶只具有二酚酶活性。[5]

當植物組織受損時，葉綠體可能會破裂，將兒茶酚氧化酶釋放到植物細胞質中，液泡也可能破裂，將儲存的兒茶酚釋放到細胞質中。 組織損傷也會使氧氣滲入細胞。 因此，組織損傷有利於兒茶酚氧化酶與其底物相互作用，生成鄰苯醌，鄰苯醌可以聚合非酶促地生成黑色素，形成保護傷口的不溶性屏障。[6]

蛋白加工處理

兒茶酚氧化酶是核編碼的，其 N 端包含一個信號肽，引導蛋白質進入葉綠體的類囊體腔，在那裡它可以是可溶的，也可以與類囊體膜鬆散地結合在一起。[7] 兒茶酚氧化酶前體最初是作為前酶轉錄的，在進入類囊體內腔之前要經過兩輪蛋白水解加工和運輸。

利用[35S]蛋氨酸標記的前體蛋白，Sommer 等人闡明了包括豌豆（Pisum sativum）、番茄（Lycopersicon esculentum）和玉米（Zea mays）在內的多種植物共有的蛋白水解加工途徑。[8]67kD的前體以ATP依賴的方式輸入基質，基質肽酶將前體加工成 62 kD 的中間體。 這種中間體轉位到類囊體內腔的過程依賴於光照，最終生成成熟的59kD 酶。[9]根據對從甜薯(Ipomoea batatas)中純化出的前體和成熟兒茶酚氧化酶的分析，蛋白水解處理既去除了 N 端轉運肽，也去除了覆蓋酶活性位點的 C 端結構域。[10]

酶的結構

 
還原型（Cu(I)-Cu(I)）和原生型（Cu(II)-Cu(II)）兒茶酚氧化酶二價銅活性位點來自甜薯提取物晶體結構（PDB: 1BT1, 1BT2）

從甜薯中純化的兒茶酚氧化酶的晶體結構被解析為氧化型 Cu(II)-Cu(II) 態和還原型 Cu(I)-Cu(I) 態的活性形式。[11]它是一種球狀單域單體酶，大小約為 55 x 45 x 45 Å，呈橢圓形。 酶核心由四條α-螺旋束組成，它環繞着含有二銅中心的活性位點。[12] 組氨酸(His)88位、His109 和 His118 的咪唑側鏈上的硝基與第一個催化銅離子配位，而 His240、His244 和 His274 的咪唑側鏈上的硝基與第二個催化銅離子配位。 在氧化的 Cu(II)-Cu(II) 狀態下，每個銅離子都具有四坐標三叉金字塔幾何結構，三個組氨酸殘基和一個橋接氫氧分子構成了每個銅離子上的四個配體。 比較酶的還原（Cu(I)-Cu(I)）態和原生（Cu(II)-Cu(II)）態，主要區別在於兩個銅中心之間的距離。 在氧化的 Cu(II)-Cu(II) 狀態下，Cu-Cu 之間的距離為 3.3 Å，而在還原的 Cu(I)-Cu(I) 狀態下，這一距離增加到 4.4 Å。[1]

雖然酪氨酸酶和兒茶酚氧化酶的活性位點都含有二銅中心，但每種酶各自結構的不同會導致其活性不同。 在兒茶酚氧化酶中，苯丙氨酸側鏈（Phe261）位於其中一個銅中心上方，阻止底物與活性位點中的兩個銅離子配位。 這就排除了酪氨酸酶所特有的、但兒茶酚氧化酶卻不存在的二苯酚羥基化所需的雙交配位複合物。[13]此外，與其中一個銅中心結合的 His109位 也通過硫醚橋與 Cys（半胱氨酸）192位 共價連接。[14]這種半胱氨酸-組氨酸交聯可能會進一步抑制酶的活性位點，使其無法形成酪氨酸酶中容易形成的雙叉配位複合物。

參考文獻

  1. ^ 1.0 1.1 Gerdemann C, Eicken C, Krebs B. The crystal structure of catechol oxidase: new insight into the function of type-3 copper proteins. Accounts of Chemical Research. March 2002, 35 (3): 183–91. PMID 11900522. doi:10.1021/ar990019a. 
  2. ^ Halder J, Tamuli P, Bhaduri AN. Isolation and characterization of polyphenol oxidase from Indian tea leaf (Camellia sinensis). The Journal of Nutritional Biochemistry. 1998, 9 (2): 75–80. doi:10.1016/s0955-2863(97)00170-8. 
  3. ^ Koval IA, Gamez P, Belle C, Selmeczi K, Reedijk J. Synthetic models of the active site of catechol oxidase: mechanistic studies. Chemical Society Reviews. September 2006, 35 (9): 814–40. PMID 16936929. doi:10.1039/b516250p. 
  4. ^ Dey SK, Mukherjee A. Catechol oxidase and phenoxazinone synthase: Biomimetic functional models and mechanistic studies. Coordination Chemistry Reviews. 2016, 310: 80–115. doi:10.1016/j.ccr.2015.11.002. 
  5. ^ Gerdemann C, Eicken C, Magrini A, Meyer HE, Rompel A, Spener F, Krebs B. Isozymes of Ipomoea batatas catechol oxidase differ in catalase-like activity. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Protein Structure and Molecular Enzymology. July 2001, 1548 (1): 94–105. PMID 11451442. doi:10.1016/s0167-4838(01)00219-9. 
  6. ^ Queiroz C, Lopes ML, Fialho E, Valente-Mesquita VL. Polyphenol Oxidase: Characteristics and Mechanisms of Browning Control. Food Reviews International. 2008, 24 (4): 361–375. doi:10.1080/87559120802089332. 
  7. ^ Marusek CM, Trobaugh NM, Flurkey WH, Inlow JK. Comparative analysis of polyphenol oxidase from plant and fungal species. Journal of Inorganic Biochemistry. January 2006, 100 (1): 108–23. PMID 16332393. doi:10.1016/j.jinorgbio.2005.10.008. 
  8. ^ Sommer A, Ne'eman E, Steffens JC, Mayer AM, Harel E. Import, targeting, and processing of a plant polyphenol oxidase. Plant Physiology. August 1994, 105 (4): 1301–11. PMC 159463  . PMID 7972497. doi:10.1104/pp.105.4.1301. 
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  10. ^ Flurkey WH, Inlow JK. Proteolytic processing of polyphenol oxidase from plants and fungi. Journal of Inorganic Biochemistry. December 2008, 102 (12): 2160–70. PMID 18829115. doi:10.1016/j.jinorgbio.2008.08.007. 
  11. ^ Eicken C, Krebs B, Sacchettini JC. Catechol oxidase - structure and activity. Current Opinion in Structural Biology. December 1999, 9 (6): 677–83 [2024-04-07]. PMID 10607672. doi:10.1016/s0959-440x(99)00029-9. （原始內容存檔於2020-12-02）. 
  12. ^ Klabunde T, Eicken C, Sacchettini JC, Krebs B. Crystal structure of a plant catechol oxidase containing a dicopper center. Nature Structural Biology. December 1998, 5 (12): 1084–90. PMID 9846879. doi:10.1038/4193. 
  13. ^ Lucas HR, Karlin KD. Chapter 9: Copper-Carbon Bonds in Mechanistic and Structural Probing of Proteins as well as in Situations where Copper is a Catalytic or Receptor Site. Sigel A, Sigel H, Sigel RK (編). Metal-carbon bonds in enzymes and cofactors. Cambridge, UK: RSC Publishing. 2009: 304. ISBN 978-1-84755-915-9. 
  14. ^ Virador VM, Reyes Grajeda JP, Blanco-Labra A, Mendiola-Olaya E, Smith GM, Moreno A, Whitaker JR. Cloning, sequencing, purification, and crystal structure of Grenache (Vitis vinifera) polyphenol oxidase. Journal of Agricultural and Food Chemistry. January 2010, 58 (2): 1189–201. PMID 20039636. doi:10.1021/jf902939q. 
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